1. 单一目的基因的检测孔数 = 样品数量 × 技术重复次数（n=3，符合生物统计学中平行重复的最低要求，可通过标准差分析评估数据离散度）；

2. 总检测孔数 = 单一目的基因的检测孔数 × 目的基因总数（含内参基因）。

（二）实例拓展与验证

1. 避免边缘效应：qPCR 反应中，孔板边缘孔的温度传导效率与中心孔存在差异，易导致 Ct 值偏移。建议将样品孔集中在板的中心区域，边缘孔用于设置阴性对照（NTC，无模板对照）、阳性对照（PC，已知阳性模板）及空白对照（Blank，仅含反应液）。

2. 重复孔相邻排布：同一样品的同一基因重复孔应相邻设置，减少移液器移液距离导致的加样误差，同时便于后续数据合并分析。

3. 基因与样品分组明确：可按 “行 = 基因，列 = 样品” 或 “行 = 样品，列 = 基因” 的方式布局，例如：第 1-3 列设置样品 1 的 6 个基因（每个基因 3 个重复），第 4-6 列设置样品 2 的 6 个基因，依次类推，避免不同基因或样品交叉混淆。

4. 对照孔均匀分布：阴性对照与空白对照应均匀分布在板中，而非集中于同一区域，以全面评估整个反应体系的污染情况。

1. 优先配制混合反应液（含酶、引物、探针、缓冲液等），按总孔数 + 10% 的余量计算体积，避免因移液损耗导致样品不足。

2. 采用 “先加混合液，后加模板” 的顺序：向每个孔中加入等量混合反应液（如 10μL / 孔），再加入模板（如 2μL / 孔），避免模板提前暴露于高温或酶活性环境中。

3. 移液时使用带滤芯吸头，避免交叉污染；每加完一个样品或基因后更换吸头，加样体积误差需控制在 ±0.5μL 以内（对于 20μL 体系）。
   

   
   

（二）防污染与反应均一性保障
1. 加样前将模板与混合反应液充分混匀（模板轻柔颠倒混匀，混合液涡旋混匀后短暂离心），避免局部浓度不均。 
2. 加样后对孔板进行短暂离心（3000rpm，1min），使液体汇集于孔底，避免气泡产生（气泡会影响荧光信号检测）。 
3. 全程在冰上操作，减少酶活性丧失；加样完成后立即密封孔板（使用光学密封膜），避免蒸发或污染。 

（三）特殊情况处理

若样品为 RNA（直接进行 RT-qPCR），需严格控制 RNase 污染，所有耗材（吸头、离心管、孔板）均需无 RNase 处理，加样过程中避免说话或呼气靠近样品。 五、总结 qPCR 孔板设计与加样操作是实验成功的基础，其核心逻辑是通过 “全要素覆盖的孔数计算”“误差最小化的布局优化” 及 “标准化的加样流程”，确保数据的准确性与重复性。实际实验中，需根据样品量、基因数量、仪器型号（96 孔板 / 384 孔板）灵活调整计算方式与布局策略，同时重视对照设置与污染防控，为后续定量分析提供可靠的实验基础。